摘 要：大麻（Cannabissativa L.）是世界上最古老的药用植物之一，其内生的大麻素类次生代谢产物因具备显著的生物活性而被广泛应用。大麻为常雌雄异株植物，雌株的苞叶和花叶上的腺毛富含大麻素，而雄株中含量较低。雌株因授粉会降低大麻素产量，因此，获得全雌大麻群体尤为重要。目前，人工移除雄株、扦插繁殖、种子雌化等方法已被广泛应用于全雌繁殖材料的生产。同时也在积极探索微繁殖技术和人工种子等创新方法，展现出其未来在特定条件下大规模产业应用的潜力。文章系统地综述了全雌大麻群体的4种主要获得方法，深入分析了其优势与局限性，并对未来的研究方向提出了前瞻性展望。旨在为大麻产业的可持续发展提供参考。
关键词：大麻；大麻素；全雌大麻群体；种子雌化；人工合成种子
大麻（Cannabis sativa L.）作为一种具有广泛用途的经济作物，其在工业、制药、食品和娱乐等领域的商业价值正日益受到重视。过去20年间，全球大麻合法化趋势持续加速，截至目前，已有70多个国家推出了医用大麻制品合法化的相关政策（New Frontier data）。在大麻中已鉴定出约500种次生代谢产物，包括大麻素、萜类和黄酮类等[1-2]。植物次生代谢产物对植物适应环境具有重要作用，有助于提高植物的适应性[3]。而在人体中，植物大麻素的作用更为复杂和多样，其治疗适应症包括：缓解化疗副作用、减轻癌症相关疼痛、对抗多发性硬化症或图雷特综合症患者的痉挛症状、调节与艾滋病和厌食症有关的饮食失调[4]、抗癫痫症[5]以及治疗炎性疾病等[6]。大麻素，尤其是大麻二酚（Cannabidiol，CBD）和四氢大麻酚(Δ9-Tetrahydrocannabinol，THC），因其独特的药理作用而成为研究和商业开发的焦点[7-12]。
大麻是二倍体植物（2n=20），雌雄异株，一般产生单性花。在雌雄异株植物中，性别决定受多种因素影响，包括性别决定基因、性染色体、DNA甲基化和微小RNA的表观遗传控制，以及外源激素和环境压力等[13-15]。产生大麻素的主要部位是腺毛，根据是否分泌次生代谢产物可分为分泌型和非分泌型，其中分泌型腺毛主要分布在雌株的苞叶和花叶上，产生大量大麻素，而雄株几乎不产生腺毛，因此大麻素含量远低于雌株[16-18]。雌株授粉后会显著减少大麻素的积累[19-20]，其原因尚未阐明，推测可能与大麻素在大麻生命周期中所扮演的角色有关[21]。
为最大化大麻素合成与积累，以生产大麻素为目的的工业大麻产业通常保留全雌大麻群体，并且阻断授粉。为确保种植区域中雌株占比90%以上，可通过人工移除雄株、克隆繁殖、种子雌化和人工种子等方法获得全雌大麻群体。本文广泛收集了国内外文献和实际生产经验，系统总结了这些方法的优缺点，并提出了可能的优化方向，旨在为生产者和研究人员提供参考依据。
1 人工移除雄株
大麻是风媒传粉植物。大麻雄株的花期一般持续2~4周，能够产生多达35万粒的花粉，这些花粉在适宜的气候条件下可以随风传播至15公里之外。因此，即便是少量的雄株或雌雄同株植株的存在，也可能对大麻的产量造成显著的负面影响，故而及时识别并移除雄株显得尤为重要。
大麻性别由一对染色体控制，其中雄性为XY，雌性为XX[22-24]。为了探究大麻性别表达的分子机制，SHI等[25]对不同发育阶段的雄性和雌性大麻进行了RNA序列分析，结果表明，一些编码REM、bZIP和MADS家族转录因子的基因，可能是大麻性别决定的候选基因，研究还显示，调控大麻性别发育的基因调控网络在发育极早期就已出现分化，但可能由于多层次机制的复杂交互，各层次响应速度不同，使得基因网络分化与株型分化表现不完全同步。
在大麻幼苗阶段，株型分化特征尚不明显，早期人工视觉性别鉴定存在较大难度，在进入生殖生长阶段后，雌雄株出现明显的株型分化特征，因此一般在孕蕾期和花蕾发育期进行区分。随着植株进入始花期，即播种后3~4周，雄株在叶腋处形成小球状的花粉囊，而雌株在播种后4~6周，其叶腋处可见由小的泪珠形状花萼中伸出的两条毛状雌蕊，通常呈白色或其他浅色。值得注意的是，雌雄同株的植株同样能够产生花粉，其特征性花粉囊形态多样，包括球状、不规则形状或特有的香蕉状，其中香蕉状花粉囊呈黄色，可出现在叶腋或花蕾上。由于大麻雌雄植株的开花时间存在差异，且雄株通常较早开花，生产实践中可以利用这一生物学特性，在雌雄植株开花的间隙期进行雄株的移除。但是实际操作中，由于雄株的性别特征不会在同一时间显现，因此在首个花粉囊出现后，需要连续观察并鉴定植株性别，直至确认所有剩余植株均为雌性。
除人工视觉性别鉴定外，研究人员还开发了机器识别技术。GOFF等[26]开发了一种便携式拉曼光谱仪，利用拉曼光谱（RS）技术（一种无标记、非侵入性的生化分析方法），对雄性、雌性及雌雄同体大麻植株进行识别。结合机器学习算法，实现了对雌雄同体植株98.7%和对性别明确植株100%的准确识别率。MATROS等[27]采用高光谱测量技术结合机器学习算法，特别是径向基函数（RBF）网络，实现了对大麻性别的高效、非破坏性鉴定。在田间条件下，他们对8种工业用大麻品种进行测试，结果显示，在开花阶段性别鉴定准确率为100%，而在早期生长阶段准确率在60%~87%[27]。以上方法为大麻品种和性别的非侵入性评估提供了高效工具，有望显著提升大麻的生产效率。
此外，在苗期可利用基因分型方法来鉴定雄性大麻。TORRES等[28]研究开发了一种与大麻雄性相关的DNA序列MADC2的高通量qPCR技术，用于大麻性别鉴定，准确率超98.5%。研究还探索了高分辨率熔解曲线分析（HRM）、环介导等温扩增（LAMP）和重组酶介导扩增（RPA）等替代检测方法[28]，为商业化大麻性别鉴定提供了新途径。
2 克隆繁殖
一个植物细胞包含形成完整植株所需的全部遗传信息。在适当的培养条件下，一个单一的植物细胞可以分化成任何类型的植物组织，最后发育成一个完整的植株。克隆繁殖是一种通过人工控制条件下的无性繁殖来产生遗传上相同的植物后代的技术。相较于种子繁殖，克隆繁殖具有保持遗传一致性、保持优良特性、减少变异、缩短生长时间等优势，在大麻的生产中扮演着关键角色，涵盖了多种技术。其中，茎段扦插和微繁殖技术尤为常见。
2.1 扦插繁殖
植物具有在受伤后再生的能力，当植物的茎或叶被剪下并插入生长介质中时，植物能够感应到损伤并启动再生过程，形成新的根系和芽。植物的再生能力是扦插成功的前提。茎段扦插作为工业大麻生产中最常用的繁殖方式，得益于大麻的易生根特性，能够实现短期内从单株母株繁育出大量雌株[29]。王晓慧等[30]对大麻的扦插育苗方法进行综述，并分别分析扦插方法、扦插部位、扦插时期及基质配方对工业大麻扦插苗生根和成活率的影响。扦插后的植株，在适宜的环境下可以移栽至室外或继续在温室内种植。尽管扦插的成本高于直接播种，但它有助于防止品种退化，并大规模生产遗传和表型统一的植株。特别是在温室内种植，更易于调控环境条件，稳定生产目标大麻素，尤其适用于目标大麻素含量高的精英品种。
然而，虽然工业大麻扦插技术应用普遍，但其中一些细节仍需优化。例如，由于大麻是短日性作物，其开花过程由12~14h的光周期诱导[31]。为避免开花，需要保证母株和插穗每日18h以上的光照以维持营养生长状态。此外，扦插对光照强度、时间和温度、湿度的要求较高[29-30,32-35]，导致能耗巨大。在商业运营中，母株可能占用10%~15%的种植面积，增加了成本。同时，长期处于高温高湿环境中的大麻母株更易受到病虫害的影响，可能会传播至扦插枝条，并可能需要使用农药进行控制。当前，针对大麻的病虫害控制及检测标准较为匮乏，这一问题对生产环节构成关键挑战。原因在于，从受污染的大麻中提取的大麻素，可能会影响用药患者的健康，免疫缺陷患者与儿童这类群体受到的影响尤其显著[36]。消费者对使用被农药污染的大麻制品持谨慎态度[33,37]，这限制了大麻素的使用范围。
2.2 微繁殖
微繁殖技术是一种利用植物组织培养技术在高度控制的环境中进行无性繁殖的方法，它提供一种从母株的组织切片中产生大量遗传相同的克隆植物的途径。这种方法允许在比传统繁殖方法更短的时间内大规模生产遗传相同的植物。大麻的微繁殖在无菌培养基中进行，这有助于生产和维持无病原植物，降低生物胁迫的风险。
然而，尽管大麻的组织培养技术具有巨大潜力，但由于历史上大麻作为研究对象受到的限制，相关报道和标准化试验流程相对有限且不完整[32]。王晓慧等[30]对国内工业大麻组织培养育苗方法进行了综述，MONTHONY等[37-38]对国外研究中依赖芽繁殖和芽再生以增加大麻外植体数量的方法进行了归纳总结，涵盖了大麻类型、外植体、培养基配方及试验结果等方面的详细信息，研究显示，在组织培养中，基因型、组织类型和生理状态是再生的关键因素，不同物种的组织再生潜力各异[39-40]。现有的以MS为基础盐的培养基配方，高度依赖于基因型[41-42]，可重复性较低，不论是基于从头再生还是体细胞胚在上，都报告了较低的再生水平。而研究[43-45]发现，使用以MS（Murashige and Skoog）为基础盐并补充噻苯隆（Thidiazuron，TDZ）的培养基容易导致市售药用型大麻出现玻璃化、外植体发育较差以及偶发性死亡等问题，而使用以DKW（Driver-Kuniyuki-Walton Medium）为基础盐的培养基则可减少这些问题，使用DKW基础盐的培养基比MS培养基更能促进大麻外植体的生长。近期LAVIE等[46]在一项通过一个高效的组织培养系统来优化大麻的开花诱导的研究中也使用了DKW培养基，研究发现，DKW培养基中添加2%的蔗糖对于大麻的开花诱导最为有效，这种培养基配方有助于模拟大麻在自然环境中的生长条件。
相较于MS培养基，DKW培养基无机盐含量较低，更适用于某些木本植物，尤其适用于坚果类果树组织培养。因此，DKW培养基更适用于大麻可能是因为大麻像木本植物一样不需要较高的营养水平。此外，DKW培养基中含有额外的腺嘌呤半硫酸盐，这是一种植物生长调节物质，对于促进植物生长和开花可能特别重要。大麻作为一种对生长调节物质敏感的植物，这种特别添加成分可能有助于其在组织培养中更好地生长和开花。
3 种子雌化
为了生产雌化种子，需要诱导雌株产生可育雄花。利用诱导的雄花产生的花粉给雌花授粉，可获得染色体为XX的雌化种子。性别可塑性是一种生物体能够在不改变性染色体的情况下响应环境和生理刺激而改变其表型性别的现象。植物外源激素以及某些化学物质可能影响大麻的性别表现[47]，如生长素、细胞分裂素、乙烯、赤霉素、脱落酸、硫代硫酸银（Silver Thiosulfate, STS）、硝酸银等。乙烯是植物性别决定的主要调节剂。当大麻受到特定化学物质处理，而这些物质会影响乙烯的生物合成与信号传导时，其性别会呈现出可塑性[48]。植物中的乙烯受体需要铜辅助因子才能正确结合。当这种结合失败时，它允许与一种Raf激酶CONSTITUTIVE TRIPLE RESPONSE(CTR1)进行物理作用，以抑制正反馈调节器ETHYLENE INSENSITIVE2 (EIN2)，后者产生乙烯[48]。银离子是一种乙烯受体抑制剂，通过在乙烯受体中与铜离子辅助因子竞争，抑制乙烯产生，使CTR1保持活性，并发出减缓的乙烯响应信号，从而启动雄花的产生[48]。
研究人员和种植者一直在寻找最佳诱雄方案，以用于育种过程和雌性化种子规模化生产。研究[49-50]表明，STS处理是一种非常有效的方法。其他方法，如喷施赤霉素，由于效率低下或应用困难而使用较少。赤霉素在大麻上的喷雾显示出在诱雄方面的效率很低，只有2.2%的花序显示雄花，而STS喷雾诱导21.0%~53.8%的花序为雄花[50]。胶体银喷雾必须每天施用，其诱导植物产生的雄性花朵数量仅为STS处理的55%~60%[50]。硝酸银与STS处理的全面对比结果显示，前者诱导产生的雄花数量更少[51]。氨基乙氧基乙烯甘氨酸（AVG）同样能刺激雌性大麻植株产生雄性花朵，但相较于其他方法，有关其效果的研究尚不充分[52]。
4 人工合成种子
人工合成种子技术，是指通过生物技术手段人工制造的种子，通常由胚状体、人工胚乳、人工种皮三部分组成。其中，胚状体是人工种子的核心部分，可以是体细胞胚、原球茎或其他类型的植物组织。基于植物细胞全能性，它们具有在一定条件下发育成一个完整植株的潜力。人工合成种子结合了组织培养技术、种子技术和生物工程的原理，旨在创造出一种新的繁殖材料，它能够模拟天然种子的功能，包括保持遗传特性、便于储存和运输、以及在适宜条件下萌发成新的植株。这种技术特别适用于快速繁殖和保存具有特定遗传特性的植物材料。作为一种创新的克隆方法，展现出了在商业化大规模生产中的潜力[53]。它不仅优化了资源的使用，减少了介质、空间和时间的消耗，而且在多种植物上已取得显著成果，包括谷物、蔬菜、水果、观赏植物、芳香草和针叶树等[54-58]。尽管目前大多数合成种子的封装依赖于体细胞胚，但已有研究成功探索了利用腋芽或茎尖进行封装，这为大规模克隆繁殖和种质资源的长期保存提供了新途径[55,59-61]。
关于人工合成种子在全雌大麻群体繁殖领域的应用，目前仅有少数研究文献对其进行了初步研究。LATA等[62]在2009年首次报道了使用合成大麻种子进行体外繁殖的突破性技术。这项研究不仅验证了非胚性体外营养繁殖体封装的可行性，还详细描述了包封后的大麻腋芽在不同培养条件下的再生能力。其研究显示，使用5%的海藻酸钠离和50mmol/L的氯化钙二水合物可以获得最佳的胶状复合物，通过在MS培养基中添加特定浓度的噻苯隆（Thidiazuron，TDZ）和植物组培抗菌剂（Plant Preservative Mixture，PPM），实现了腋芽的最佳再生和转变[62]。此外，在非无菌条件下，通过调整培养土和培养基的成分，实现了封装外植体100%的再生[62]。ZAREI等[63]的一项较新研究显示，将大麻腋芽包封在添加3%海藻酸钠和75mmol/L氯化钙的MS培养基中，在包封后150d，依然可以实现封装外植体100%再生。此外，添加水杨酸可以增加再生率，最多可以保存5~6个月[63]。
5 技术优劣势分析
自2018年以来，全球大麻种植业因加拿大、美国等地对大麻种植政策的放宽而焕发新生。本文综述了获取全雌大麻群体的4种主要方法：人工去除雄株、克隆繁殖、种子雌化（雄化雌株）以及人工合成种子，在提高大麻素产量和品质方面显示出了潜力，但也存在诸多挑战和限制。
人工移除雄株操作简单，但受限于观察者的经验水平和环境因素的干扰，并存在人力和土地资源浪费的问题。随着计算机视觉和机器学习技术的进步，人工智能（Artificial Intelligence，AI）在图像识别和模式识别方面展现出巨大潜力。利用AI对大麻苗期进行性别鉴定是一个前沿的研究领域，它结合了植物学、图像处理技术和机器学习算法。通过训练模型识别大麻苗期的细微特征，如叶片形状、生长点等，AI能够提高大麻苗期性别鉴定效率。此外，AI的应用有助于减少人为因素的干扰，提高鉴定的一致性和可重复性。未来，多模态数据融合、模型鲁棒性的提升以及集成系统的开发将是研究的重点。
扦插繁殖技术在大麻繁殖领域已臻成熟，然而该技术对环境条件的苛刻要求，包括维持高湿度、高温、充足的光照以及为保持营养生长状态延长的日照时长，往往导致其经济成本和对环境的负面影响显著增加。此外，病虫害的管理在高温多湿的生态条件下尤为复杂，构成了另一项重大挑战。随着基因组学技术的进步，大麻基因编辑体系已建立[64]，控制大麻开花相关基因不断被发掘，未来或可编辑相关基因抑制大麻开花，另在合适的时间外施生长调节剂促进开花，以减少为维持营养生长而补充的长日照带来的高昂电费，减轻环境污染。此外，未来的研究需要评估不同方法对环境的影响，并寻找在提高产量的同时减少资源消耗和废物产生的低碳解决方案，开发循环农业系统和可持续的农药管理策略。
尽管组织培养技术在大麻的商业化应用中尚未完全实现其潜力，但其在减少空间占用、保护遗传资源、生产无病原污染的繁殖材料以及实现基因编辑等方面的独特优势不容忽视。在试验结果不尽人意时，研究人员或可调整培养基的基础盐配方，并尝试引入非传统添加剂，以优化培养条件并提升培养效果。除了传统的植物激素如生长素和细胞分裂素外，一些非传统“添加剂”，例如一氧化氮（NO）、多胺（polyamines）和纳米颗粒，在组织培养中也可能展现出正面效应，值得进一步探索和研究。此外，大麻内生菌丰富，尽管这些内生菌可能对大麻本身有益[65]，但它们的存在增加了获得无菌外植体的难度，在大规模生产中可应用植物组培抗菌剂以减少内源性污染。
在大麻种子雌化技术领域，利用STS或胶体银溶液诱雄已被广泛应用于雌化种子生产过程中。然而，其关键活性成分—银离子，可能会对环境造成潜在的威胁，影响土壤生态系统的平衡与功能。银离子对环境的影响是多方面的，包括但不限于抑制土壤微生物的生长、降低酶活性，以及干扰土壤硝化过程等[66]。鉴于诱雄技术旨在产生花粉以制备雌化种子，种子中残留的银离子含量应当微乎其微，因此可能不会对人体健康产生影响。1-甲基环丙烷（1-MCP）作为一种乙烯受体抑制剂，在果蔬和花卉保鲜领域得到了广泛应用，并被认为是环境友好的。尽管目前尚未有利用1-MCP生产雌化种子的研究发表，但考虑到银离子对环境的潜在威胁，1-MCP或可作为一种替代方案，值得未来在相关研究方向上进行探索。
在人工合成种子方面，未来的研究需对以下关键问题进行深入验证：该技术是否普遍适用于各类大麻品种，合成种子在包封状态下保持生物活性的最大时限，以及合成种子的普遍再生效率。这些参数的明确将为评估人工合成种子技术的实用性和经济效益提供科学依据。
6 结论与展望
全雌大麻群体繁殖方法的研究不仅对提高大麻素的产量和品质至关重要，而且对推动工业大麻产业技术的创新和可持续发展具有重要意义。由于长期受到禁毒政策限制的影响，该领域研究进展滞后。近年来我国陆续出台工业大麻管理制度，为科学有序开展相关研究提供了政策依据和保障。当前，全雌大麻群体繁殖方法研究取得了重要进展，但也存在着对环境要求严格、商业化程度不高等短板。未来的研究应聚焦于整合最新的科学技术，同时考虑经济、环境和社会因素，以实现大麻产业的长期成功和可持续发展。随着科技的进步和社会观念的转变，大麻的研究和应用将开启新的篇章，确保在提高经济效益的同时，维护生态系统的平衡与健康。
参考文献
[1]ELSOHLY MA,SLADE D.Chemical constituents of marijuana: The complex mixture of natural cannabinoids[J].Life Sciences,2005,78(5):539-548.
[2]FLORES-SANCHEZ I J,VERPOORTE R.Secondary metabolism in Cannabis[J]. Phytochemistry Reviews,2008,7(3):615-639.
[3]HUCHELMANNA,BOUTRY M,HACHEZ C.Plant glandular trichomes:natural cell factories of high biotechnological interest[J].Plant Physiology,2017, 175(1):6-22.
[4]GROTENHERMEN F,MÜLLER-VAHL K.The therapeutic potential of Cannabis and cannabinoids[J].
Deutsches Ärzteblatt International,2012:109(29-30):495
[5]SZAFLARSKI J P,MARTINA BEBIN E.Cannabis,cannabidiol,and epilepsy: From receptors to clinical response[J].Epilepsy & Behavior,2014,41:277-282.
[6]BORRELLI F,FASOLINO I,ROMANO B,et al.Beneficial effect of the non-psychotropic plant cannabinoid cannabigerol on experimental inflammatory bowel disease[J].Biochemical Pharmacology,2013,85(9):
1306-1316.
[7]GÜLCK T,MØLLER B L.Phytocannabinoids:origins and biosynthesis[J]. Trends in Plant Science,2020,25(10):985-1004.
[8]MATSUDA LA,LOLAIT S J,BROWNSTEIN M J,et al.Structure of a cannabinoid receptor and functional expression of the cloned cDNA[J].Nature,1990,346(6284):561-564.
[9]MATTES R D,ENGELMAN K,SHAW L M,et al.Cannabinoids and appetite stimulation[J].Pharmacology Biochemistry and Behavior,1994,49(1):187-195.
[10]BRENNEISEN R,EGLIA,ELSOHLY MA,et al.The effect of orally and rectally administered delta 9-tetrahydrocannabinol on spasticity:a pilot study with 2 patients[J].International Journal of Clinical
Pharmacology and Therapeutics,1996,34(10):446-452.
[11]LONG L E,MALONE D T,TAYLOR DA.The pharmacological actions ofcannabidiol[J].Drugs of the Future,2005,30(7):747.
[12]SIRIKANTARAMAS S,TAURAF,MORIMOTO S,et al.Recent advances in Cannabis sativa research:
biosynthetic studies and its potential in biotechnology[J].Current Pharmaceutical Biotechnology,2007,8(4):237-243.
[13]ARYAL R,MING R.Sex determination in flowering plants:Papaya as a model system[J].Plant Science,2014,217:56-62.
[14]HEIKRUJAM M,SHARMA K,PRASAD M,et al.Review on different mechanisms of sex determination and sex-linked molecular markers in dioecious crops: a current update[J].Euphytica,2015,201(2):161-194.
[15]BAI Q,MA Z,ZHANG Y Q,et al.The sex expression and sex determining mechanism in Pistacia species[J].Breeding Science,2019,69(2):205-214.
[16]CLARKE R C.Botany of the genus Cannabis [C]//RANALLI P,ed.Advances in Hemp Research.Binghamton,NY:Haworth Press,1998b:1-20.
[17]BARCACCIA G,PALUMBO F,SCARIOLO F,et al.Potentials and challenges of genomics for breeding Cannabis cultivars[J].Frontiers in Plant Science,2020,11:573299.
[18]SPITZER-RIMON B,DUCHIN S,BERNSTEIN N,et al.Architecture and florogenesis in female Cannabis sativa plants[J].Frontiers in Plant Science,2019,10:350.
[19]TIAN N N,LIU F,WANG P D,et al.The molecular basis of glandular trichome development and secondary metabolism in plants[J].Plant Gene,2017,12:1-12.
[20]Meier C,Mediavilla V.Factors influencing the yield and the quality of hemp (Cannabis sativa L.) essential oil[J].Journal of the International Hemp Association,1998,5(1):16-20.
[21]LIPSON FEDER C,COHEN O,SHAPIRAA,et al.Fertilization following pollination predominantly decreases phytocannabinoids accumulation and alters the accumulation of terpenoids in Cannabis inflorescences[J].Frontiers in Plant Science,2021,12:753847.
[22]CRISTIANAMOLITERNI V M,CATTIVELLI L,RANALLI P,et al.The sexual differentiation of Cannabis sativa L. a morphological and molecular study[J].Euphytica,2004,140(1):95-106.
[23]VAN BAKEL H,STOUT J M,COTE A G,et al.The draft genome and transcriptome of Cannabis sativa[J].Genome Biology,2011,12(10):R102.
[24]DIVASHUK M G,ALEXANDROV O S,RAZUMOVA O V,et al.Molecular cytogenetic characterization of the dioecious Cannabis sativa with an XY chromosome sex determination system[J].PLoS One,2014,9(1):e85118.
[25]SHI J Q,TOSCANI M,DOWLING C A,et al.Identification of genes associated with sex expression and sex determination in hemp (Cannabis sativa L.)[J].Journal of Experimental Botany,2025,76(1):175-190.
[26]GOFF N K,GUENTHER J F,ROBERTS J K III,et al.Non-invasive and confirmatory differentiation of hermaphrodite from both male and female Cannabis plants using a hand-held Raman spectrometer[J].Molecules,2022,27(15):4978.
[27]MATROSA,MENZ P,GILL A R,et al.Non-invasive assessment of cultivar and sex of Cannabis sativa L.by means of hyperspectral measurement[J].Plant-Environment Interactions,2023,4(5):258-274.
[28]TORRES A,PAULI C,GIVENS R,et al.High-throughput methods to identify male Cannabis sativa using various genotyping methods[J].Journal of Cannabis Research,2022,4(1):57.
[29]CAMPBELL L G,NARAINE S G U,DUSFRESNE J.Phenotypic plasticity influences the success ofclonal propagation in industrial pharmaceutical Cannabis sativa[J].PLoS One,2019,14(3):e0213434.
[30]王晓慧,胡楠,李振清,等.全雌工业大麻高效育苗研究进展[J].特种经济动植物,2024,27(3):189-192.
[31]MOHER M,JONES M,ZHENG Y B.Photoperiodic response of in vitro Cannabis sativa plants[J].HortScience,56(1):108-113.
[32]谭巍,王禹,甄灿福.汉麻温室育苗技术[J].农业与技术,2022,42(17):71-73.
[33]CAPLAN D,STEMEROFF J,DIXON M,et al.Vegetative propagation of Cannabis by stem cuttings:effects of leaf number,cutting position,rooting hormone,and leaf tip removal[J].Canadian Journal of Plant Science,2018,98(5):1126-1132.
[34]CHANDRA S,LATAH,ELSOHLY MA.Propagation of Cannabis for clinical research:an approach towards a modern herbal medicinal products development[J].Frontiers in Plant Science,2020,11:958.
[35]边境,田玉杰,高宇,等.大麻扦插生根影响因素研究[J].特种经济动植物,2020,23(10):27-30.
[36]RUCHLEMER R,AMIT-KOHN M,RAVEH D,et al.Inhaled medicinal Cannabis and the immunocompromised patient[J].Supportive Care in Cancer,2015,23(3):819-822.
[37]MONTHONYA S,PAGE S R,HESAMI M,et al.The past,present and future of Cannabis sativa tissue culture[J].Plants,2021,10(1):185.
[38]Monthony A S,Kyne S T,Grainger C M,et al.Recalcitrance of Cannabis sativa to de novo regeneration;a multi-genotype replication study[J].PLoS one,2021,16(8):e0235525.
[39]Slusarkiewicz-Jarzina A,Ponitka A,Kaczmarek Z.Influence of cultivar, explant source and plant growth regulator on callus induction and plant regeneration of Cannabis sativa L[J].Acta biologica Cracoviensia.
Series botanica,2005,47(2).
[40]LITZ R E.Organogenesis and somatic embryogenesis[J].Acta Horticulturae,1993(336):199-206.
[41]GALÁN-ÁVILA A,GARCÍA-FORTEAE,PROHENS J,et al.Development of a direct in vitro plant regeneration protocol from Cannabis sativa L.seedling explants:developmental morphology of shoot regeneration and ploidy level of regenerated plants[J].Frontiers in Plant Science,2020,11:645.
[42]CHENG C H,ZANG G G,ZHAO LN,et al.A rapid shoot regeneration protocol from the cotyledons of hemp (Cannabis sativa L.)[J].Industrial Crops and Products,2016,83:61-65.
[43]Page S R G,Monthony A S,Jones A M P.Basal media optimization for the micropropagation and callogenesis of Cannabis sativa L[J].BioRxiv,2020,1:1-23.
[44]HESAMI M,TOHIDFAR M,ALIZADEH M,et al.Effects of sodium nitroprusside on callus browning of Ficus religiosa:an important medicinal plant[J]. Journal of Forestry Research,2020,31(3):789-796.
[45]PAGE S R G,MONTHONYA S,JONES AM P.DKW basal salts improve micropropagation and callogenesis compared with MS basal salts in multiple commercial cultivars of Cannabis sativa[J].Botany,
2021,99(5):269-279.
[46]LAVIE O,BUXDORF K,ESHED WILLIAMS L.Optimizing Cannabis cultivation: an efficient in vitro system for flowering induction[J].Plant Methods,2024,20(1):141.
[47]GRANT S,HOUBEN A,VYSKOT B,et al.Genetics of sex determination in flowering plants[J].Developmental Genetics,1994,15(3):214-230.
[48]RASHID D,DEVANI R S,RODRIGUEZ-GRANADOS N Y,et al.Ethylene produced in carpel primordia controls CmHB40 expression to inhibit stamen development[J].Nature Plants,2023,9(10):1675-1687.
[49]LUBELL J D,BRAND M H.Foliar sprays of silver thiosulfate produce male flowers on female hemp plants[J].HortTechnology,28(6):743-747.
[50]FLAJŠMAN M,SLAPNIK M,MUROVEC J.Production offeminized seeds of high CBD Cannabis sativa L. by manipulation of sex expression and its application to breeding[J].Frontiers in Plant Science,2021,12:718092.
[51]MOHAN RAM H Y, SETT R.Induction of fertile male flowers in genetically female Cannabis sativa plants by silver nitrate and silver thiosulphate anionic complex[J].Theoretical and Applied Genetics,1982,62(4):369-375.
[52]MOHAN RAM H Y,SETT R.Modification of growth and sex expression in Cannabis sativa by aminoethoxyvinylglycine and ethephon[J].Zeitschrift Für Pflanzenphysiologie,1982,105(2):165-172.
[53]Bornman C H.Micropropagation and somatic embryogenesis[M]//Plant breeding:principles and prospects.Dordrecht: Springer Netherlands,1993:246-260.
[54]ATTREE S M,POMEROY M K,FOWKE L C.Production of vigorous,desiccation tolerant white spruce(Picea glauca [Moench.] Voss.)synthetic seeds in a bioreactor[J].Plant Cell Reports,1994,13(11):601-606.
[55]PICCIONI E,STANDARDI A.Encapsulation of micropropagated buds of six woody species[J].Plant Cell,Tissue and Organ Culture,1995,42(3):221-226.
[56]CASTILLO B,SMITH MAL,YADAVA U L.Plant regeneration from encapsulated somatic embryos of Carica papaya L[J].Plant Cell Reports,1998,17(3):172-176.
[57]BRISCHIA R,PICCIONI E,STANDARDIA.Micropropagation and synthetic seed in M.26 apple rootstock(II):A new protocol for production of encapsulated differentiating propagules[J].Plant Cell Tissue and Organ
Culture,2002,68(2):137-141.
[58]HAO Y J,DENG X X.Genetically stable regeneration of apple plants from slow growth[J].Plant Cell,Tissue and Organ Culture,2003,72(3):253-260.
[59]GANAPATHI T R,SUPRASANNAP,BAPAT VA,et al.Propagation of banana through encapsulated shoot tips[J].Plant Cell Reports,1992,11(11):571-575.
[60]PATTNAIK S,CHAND P K.Morphogenic response ofthe alginate-encapsulated axillary buds from in vitro shoot cultures of six mulberries[J].Plant Cell,Tissue and Organ Culture,2000,60(3):177-185.
[61]SHARMA T R,SINGH B M,CHAUHAN R S.Production of disease-free encapsulated buds of Zingiber officinale Rosc[J].Plant Cell Reports,1994,13(5):300-302.
[62]LATA H,CHANDRA S,KHAN I A,et al.Propagation through alginate encapsulation of axillary buds of Cannabis sativa L.an important medicinal plant[J].Physiology and Molecular Biology of Plants,2009, 15(1):79-86.
[63]ZAREI A,FEYISSA B A,DAVIS B,et al.Cannabis synthetic seeds: an alternative approach for commercial scale ofclonal propagation and germplasm conservation[J].Plants,2022,11(23):3186.
[64]ZHANG X Y,XU G C,CHENG C H,et al.Establishment of anAgrobacterium-mediated genetic transformation and CRISPR/Cas9-mediated targeted mutagenesis in Hemp (Cannabis SativaL.)[J].Plant Biotechnology Journal,2021,19(10):1979-1987.
[65]TAGHINASAB M,JABAJI S.Cannabis microbiome and the role of endophytes in modulating the production of secondary metabolites:an overview[J]. Microorganisms,2020,8(3):355.
[66]WU L L,ZHANG X,SHU K H,et al.Effects of silver nanoparticles and silver ions on soil nitrification microorganisms and ammoxidation[J].Huan Jing Ke Xue,2019,40(6):2939-2947.
文章摘自:高嫱，谭巍，杨柳，杨龙，杨述，许春梅，张利国.全雌大麻群体繁殖方法研究进展[J/OL].中国麻业科学.https://link.cnki.net/urlid/43.1467.S.20250730.1117.004。
